Valoracion de tres microalgas autóctonas a
escala experimental para biomasa
como potencial
aporte a la producción de biodiesel
Sheda Méndez Ancca
Hebert Hernan SotoGonzales
Marco Alexis Vera Zúñiga
Victor Yana Mamani
Cada libro de Colección Tinta & Pluma es evaluado para su publicación
mediante el sistema de dictaminación doble ciego por especialistas en la
materia. Lo invitamos a ver el proceso de dictaminación de este libro
transparentado en nuestra plataforma.
Ediciones Tinta & Pluma se especializa en la publicación de conocimiento
científico en español e inglés en soporte de libro digital en las áreas de
humanidades, ciencias sociales y ciencias exactas. Guía su criterio de
publicación cumpliendo con las prácticas internacionales: dictaminación,
comités y ética editorial, acceso abierto, medición del impacto de la
publicación, difusión, distribución impresa y digital, transparencia editorial e
indexación internacional.
Colección 2022
Valoracion de tres microalgas autóctonas a
escala experimental para biomasa como potencial
aporte a la producción de biodiesel
Valoracion de tres microalgas autóctonas a
escala experimental para biomasa como potencial
aporte a la producción de biodiesel
Autores
Sheda Méndez Ancca
Hebert Hernan SotoGonzales
Marco Alexis Vera Zúñiga
Victor Yana Mamani
Primera edición: Tinta&Pluma 2022
Diseño de portada: Alfredo González Bores
Tinta&Pluma 2022, Guayaquil, Ecuador, Urbanización Puerto Azul, Mz 20 Villa 12,
fitogonzal@gmail.com
https://editorialtintaypluma.com/index.php/etp/index
ISBN:
DOI:
Obra revisada previamente por la modalidad doble par ciego, en caso de requerir
información sobre el proceso comunicarse con la editorial.
Queda prohibida la reproducción total o parcial de esta obra por cualquier medio
(electrónico, mecánico, fotocopia, grabación u otros), sin la previa autorización por
escrito del titular de los derechos de autor, bajo las sanciones establecidas por la
ley. El contenido de esta publicación puede ser reproducido citando la fuente.
El trabajo publicado expresa exclusivamente la opinión de los autores, de manera
que no compromete el pensamiento ni la responsabilidad de la editorial
978-9942-7049-6-2
DOI: https://doi.org/10.53887/etp.vi
Prologo
La investigación se realizó en la Universidad Nacional de Moquegua, Provincia
de Ilo durante el 2017. La finalidad primordial fue la obtención de biomasa a partir
de las especies de microalgas Chlorella vulgaris, Tetraselmis estriata, y
Nannocloropsis oculata, objetivo que se ha logrado bajo las condiciones de
cultivo siguientes, en la fase inicial e intermedia con fotoperiodo de 16:08,
intensidad de luz de 3000 lux, temperatura ambiente 21 °C, temperatura de cultivo
de 19.99 °C, pH de 8.7, oxígeno de 8.125 mg/L, salinidad de 33.0 ups; en la fase
masiva con fotoperiodo 16:08, con una intensidad de luz de 3800 lux, temperatura
ambiente 24 °C, temperatura de cultivo de 20.5 °C, pH de 9.5; oxígeno de 7.8
mg/l, salinidad de 33.1 ups. Observándose que la máxima concentración celular
fue alcanzada, por la cepa Nannocloropsis oculata con un promedio de 8.41 X 107
cel/ml al cuarto día de cultivo; Asimismo, se obtuvo para Chlorella vulgaris una
biomasa de 146.08 g, mayor en comparación con las otras especies, presentando
diferencias estadísticamente significativas con un nivel de confianza del 95%;
también la especie Chlorella vulgaris presenta mayor contenido de ácidos grasos
saturados 65.77%, en comparación con Nannocloropsis oculata que alcanza
42.31%. Por lo que, Chlorella vulgaris presenta mayores ventajas para la
producción de biodiesel. En consecuencia, Chlorella vulgaris puede ser una
microalga con potencial para la producción de biodiesel y otros usos.
Palabras clave: microalgas locais, biodiesel, densidade do cultivo, biomasa
1
Introducción
El trabajo de investigación tuvo por objetivo producir y evaluar tres especies de
microalgas a escala experimental para la obtención de biomasa como insumo
potencial para la elaboración de biodiesel, debido a que en la actualidad; el área
energética enfrenta dos grandes problemas: la disminución de las reservas
petroleras y la contaminación por la quema de los combustibles fósiles,
Fernández-Linares, Montiel-Montoya, Millán-Oropeza, & Badillo-Corona,
(2012), situación que demanda desarrollar tecnologías sustentables, renovables
que permitan cubrir la demanda energética de las actividades antropogénicas Balat
& Balat (2010), siendo una opción promisoria el biodiesel; biocombustible
producido a partir de aceites oleaginosos de plantas (Garibay, Vásquez, Sánchez,
Serrano, & Martínez, 2009), y de microalgas (Cobos, Castro, & Cerdeira, 2014).
En la investigación participó también IMARPE – Instituto del Mar del Perú,
instituto de investigación que preveo cepas de microalgas y agua de mar filtrada
y esterilizada. Además, la evidencia empírica se basa en los trabajos de laboratorio
desde la siembre de cepas, obtención de inóculos y trabajos de laboratorio hasta
la obtención de lípidos. El uso de microalgas para la producción de biodiesel ha
surgido como una opción atractiva, debido a que presentan mayor eficiencia
fotosintética, son más eficaces en la asimilación de CO2 y otros nutrientes con
respecto a las plantas, acumulan entre 20 y 80% de triglicéridos (Chisti, 2011), no
requieren tierras cultivables, demandan menor consumo de agua renovable y
pueden cultivarse en agua salobre (Amaro et al., 2011; Chisti, 2007; Demirbas,
2009).
El proceso de producción de biodiesel a partir de microalgas requiere de la
producción de biomasa de microalgas rica en lípidos, los aceites son extraídos a
partir de la pasta o biomasa de microalgas, y después transformados en biodiesel
y glicerol, mediante la reacción de transesterificación (alcalina, ácida o
enzimática) (Chisti 2008; Schenk et al. 2008).
La generación de biomasa a partir de microalgas y la extracción de aceite para la
producción de biodiesel ha sido estudiada y evaluada de manera muy extensa en
los sistemas abiertos raceway ponds. Los Raceways son sistemas menos caros que
los fotobiorreactores debido a su menor coste de construcción y operación, aunque
la producción de biomasa también es menor (Fernández-Linares et al., 2012).
Las energías renovables se definen según la Comisión Nacional para el Ahorro de
Energía (CONAE) como formas de energía que tienen una fuente prácticamente
inagotable con respecto al tiempo de vida de un ser humano en el planeta, y cuyo
aprovechamiento es técnicamente viable. Dentro de estos tipos de energía se
encuentran: la solar, la eólica (viento), la hidráulica, la biomasa (materia
orgánica), la geotérmica (calor de las capas internas de la tierra) y la energía
oceánica, principalmente. La biomasa, es el término genérico que se refiere al
conjunto de la materia biológicamente renovable (árboles, cultivos), de la que se
puede obtener biocombustibles como el biodiesel, obtenido de aceites de plantas
o algas, y el bioetanol. Actualmente hay un gran interés por la producción de
2
grandes cantidades de este como alternativa a los combustibles fósiles en todo el
mundo.
En el 2007, el gobierno peruano aprobó reglamentaciones que establecían una
mezcla obligatoria de 2% de biodiesel en el Diesel para el 2009, y 5% para el
2011. Además, se estableció una mezcla obligatoria de 7,8% de etanol en la
gasolina a partir del año 2010. Para cumplir con esta obligatoriedad de consumo,
el Perú ha visto incrementadas sus áreas de cultivo de insumos para
biocombustibles como la palma aceitera, la jatropha o piñon y la canola (para
biodiesel); y la caña de azúcar y caña brava (para etanol) (Dammert 2009). Las
microalgas presentan características atractivas para la obtención de biodiesel, tales
como su elevada eficiencia fotosintética, su capacidad de crecer tanto en aguas
marinas, dulces, residuales y salobres, así como su velocidad de crecimiento
relativamente alta (Garibay 2012); superando en productividad de biodiesel con
12,000 L/ha/año, frente a Palma (5,950), Jatropa (1,892), Colza (1,190), Girasol
(952) y Soya (446) (Schenk 2008). Productividad atribuida al aprovechamiento
de la luz solar, nutrientes disueltos en el agua de mar y CO2; incluso el secuestro
de este último podría ayudar sustancialmente al ambiente; otra ventaja estaría
constituida por la no competencia directa por terrenos agrícolas y el escaso
requerimiento de grandes cantidades de agua dulce (Serrano 2012).
El objetivo de este trabajo es reportar datos relativos a la productividad de la
biomasa, cantidad de lípidos y los perfiles de ácidos grasos de tres especies de
microalgas, Chlorella vulgaris, Nannochloropsis oculata, y Tetraselmis striata, así
como proporcionar una descripción especifica de las cepas estudiadas de
microalgas oleaginosas de alta eficiencia como insumo potencial en la producción
de lípidos para la elaboración de biodiesel en la Provincia de Ilo.
La necesidad de desarrollar alternativas energéticas se ha incrementado debido a
la crisis energética mundial y a los problemas ambientales ocasionados por el uso
de los recursos. El uso del carbón y petróleo no sólo significa el consumo de
recursos no sustentables, sino que también aumentan las emisiones de gases de
efecto invernadero (GEI) responsables del calentamiento global. Cuando se
quema un combustible fósil se está enviando a la atmósfera dióxido de carbono
(CO2) que había estado secuestrado por millones de años en yacimientos,
aumentando su concentración en la atmósfera. La utilización de biocombustibles
puede reducir considerablemente la emisión de CO2, debido a que la fotosíntesis
implicada en la producción de biomasa, absorbe el CO2 de la atmósfera.
El Perú presenta mejores condiciones para producir etanol que biodiesel, por lo
que este último contribuiría en forma limitada a la soberanía energética; sin
embargo, la tendencia es que haya mayor demanda de biodiesel (ASCS 2009).
Sumado a ello, es sabido que, el uso de plantaciones agrícolas para la producción
de biocombustibles presenta una serie de desventajas y cuestionamientos, ya que
el destino de las materias primas usadas para este fin debería priorizarse para
alimentación humana, como el uso de los recursos suelo y agua dulce para su
cultivo; por lo tanto, es evidente que el impacto negativo social y ambiental es
altísimo.
3
Figura 1: Proyección de la demanda de combustible en el Perú
Fuente: (ASCS 2009)
Para lograr la obtención de biodiesel a partir de microalgas por las ventajas
comparativas que presentan; es necesario superar algunos retos en una primera
etapa, tales como contar con microalgas cuyo contenido lipídico sea
significativamente superior al 30% (Serrano, 2012), sean factibles de ser
cultivadas en grandes cantidades, que presenten velocidades de crecimiento
rápido, adaptadas a las condiciones ambientales locales, en lo posible aprovechen
el CO2 como fuente de energía para la producción de la biomasa rica en lípidos.
El presente trabajo responde a la siguiente pregunta general:
¿Qué beneficios se desprenden de la producción de microalgas, Chlorella vulgaris,
Nannochloropsis oculata, y Tetraselmis striata, aprovechando su uso potencial
como materia prima en la obtención de biodiesel a escala experimental en la
provincia de Ilo?
La producción de microalgas oleaginosas, Chlorella vulgaris, Nannochloropsis
oculata, y Tetraselmis striata, a escala experimental, como fuente de energía
constituye una fuente de materia prima para su uso potencial en la obtención de
biodiesel en la provincia de Ilo durante.
Producir y evaluar tres especies de microalgas, Chlorella vulgaris,
Nannochloropsis oculata, y Tetraselmis striata, a escala experimental para la
obtención de biomasa como insumo potencial en lípidos para la elaboración de
biodiesel en la Provincia de Ilo.
Cultivar, producir y escalar inóculos de tres especies de microalgas, Chlorella
vulgaris, Nannochloropsis oculata, y Tetraselmis striata, hasta lograr el cultivo
masivo.
Determinar el crecimiento de tres especies de microalgas, Chlorella vulgaris,
Nannochloropsis oculata, y Tetraselmis striata.
Obtener biomasa de tres especies de microalgas, Chlorella vulgaris,
Nannochloropsis oculata, y Tetraselmis striata.
4
Determinar el perfil lipídico de tres especies de microalgas, Chlorella vulgaris,
Nannochloropsis oculata, y Tetraselmis striata.
Microalgas
Las microalgas son un conjunto heterogéneo de microorganismos fotosintéticos
unicelulares, que se localizan en hábitats diversos tales como aguas marinas,
dulces, salobres, residuales o en el suelo. Su biodiversidad es tal, que se han
estudiado cerca de 30000 especies, siendo las algas verdes y las diatomeas las más
estudiadas para aplicaciones biotecnológicas. (Garibay et al, 2009).
Según Uribe (1992), las microalgas, son un grupo variado de plantas que poseen
una amplia diversidad de tamaños, pigmentación, bajo nivel de especialización
celular. Son típicamente acuáticas y vive fijas a un sustrato o flotando libremente
en el plancton.
Las microalgas constituyen el alimento natural de bivalvos y la base esencial de
la cadena trófica acuática (Benemann 1992), soportan la producción de la
pesquería de recursos renovables de 100 x 106 t/año (Muller 2000).
Especies de microalgas
Según Bioplant (2010), es importante tener en cuenta que algunos autores
sostienen que existen unas 50 000 especies de microalgas, mientras otros sostienen
que existe más de 100 000. Como referencia indicar que aproximadamente el 80%
de la producción industrial actual de microalgas está basada en el cultivo de
únicamente 3-5 especies
Consideraciones a tener en cuenta para la elección de una microalga a cultivar:
Producción volumétrica total
Tolerancia térmica
Resistencia a condiciones de cultivo adversas
Multi -utilidad
Menor adherencia al material del fotobiorreactor
Clasificación taxonómica
Nannochloropsis oculata
Nannochloropsis son algas marinas unicelulares de flotación libre, con células
subesférica, 2-4, micras del diámetro. O cilíndrica, 3-4 x 1.5 micras. Cloroplasto
pariental amarillo - verde; pigmentos típicamente eustigmatophycean (Antia &
Cheng, 1982)
Nannochloropsis es un género de algas que comprende 6 especies conocidas. El
género en la clasificación taxonómica actual fue denominado por primera vez por
Hibberd (1981). Las especies se han sabido sobre todo del ambiente marino, pero
también ocurren en agua fresca y salobre (Hibberd, 1981).
5
Nannochloropsis se considera un alga prometedora para aplicaciones industriales
debido a su capacidad de acumular altos niveles de ácidos grasos poliinsaturados.
Sukenik (1989); Boussiba (1987). Además, presenta características prometedoras
que pueden permitir la manipulación genética dirigida al mejoramiento genético
de las cepas oleaginosas actuales. Varias especies de Nannochloropsis de hecho
son transfectables y ha habido evidencia de que algunas cepas son capaces de
realizar la recombinación homóloga. Actualmente se utiliza principalmente como
una fuente de alimentos ricos en energía para larvas de peces y rotíferos. Sin
embargo, ha suscitado un creciente interés para la investigación de la producción
de biocombustibles a partir de organismos fotosintéticos
Dominio: Eukaryota
Reino: Chromista
Phylum: Ochrophyta
Clase: Eustigmatophyceae
Orden: Eustigmatales
Familia: Monodopsidaceae
Género: Nannochloropsis
Fuente: Hibberd, (1981)
Chlorella vulgaris
El nombre Chlorella proviene del griego Chloros, que significa verde, y el latín
ella, que significa cosa pequeña. Su color es un verde fuerte gracias a su elevado
contenido de clorofila, su capacidad fotosintética se multiplica rápidamente
requiriendo CO2, agua, luz solar y minerales (Alvear et al, 2011)
La Chlorella forma parte del género de algas verdes unicelulares de agua dulce
del filo Chorophyta de las cuales existen 30 especies según clasificación botánica.
Poseen una forma esférica con un tamaño aproximado de 2-10 µm de diámetro y
se encuentran en lagos y pantanos por todo el mundo formando aproximadamente
el 90% del plancton de agua dulce. (Alvear et al, 2011; Moronta et al, 2006).
Reino: Protista
División; Chlorophyta
Clase: Chlrophyceae
Orden: Chlorococcales
Familia: Oocystaceae
Género: Chlorella
Especie: Vulgaris
Fuente: Aldave, (1989) Tetraselmis striata
Tetraselmis es un género de fitoplancton de algas verdes dentro del orden de
Chlorodendrales, y se caracterizan por su intenso cloroplasto de color verde, sus
cuerpos celulares flagelados, la presencia de un pirenoide en el cloroplasto y una
pared de escala producida, usualmente miden usualmente 10 µm de largo x 14 µm
de ancho. (Norris et al, 1980; Beckeret al,1994).
Las especies dentro de este género se encuentran en ecosistemas marinos y de
agua dulce en todo el mundo; su rango de hábitat está limitado principalmente por
6
la profundidad del agua debido a su naturaleza fotosintética. Norris et al, (1980).
Por lo tanto, viven en diversos ambientes acuáticos si hay suficientes nutrientes y
luz disponible para la actividad fotosintética neta. Las especies de Tetraselmis han
demostrado ser útiles tanto para la investigación como para la industria. Las
especies de Tetraselmis se han estudiado para entender las tasas de crecimiento
del plancton Norris et al. (1980); Arora et al, (2015). Además, muchas especies
están actualmente siendo examinadas para su uso como biocombustibles debido a
su alto contenido de lípidos. (Mercedes et al. 2012)
Reino: Protista
División: Chlorophyta
Clase: Chlorodentrophyceae
Orden: Chlorodendrales
Género: Tetraselmis
Especie: Tetraselmis striata
Fuente: Hibberd, (1981)
Etapas de la producción de algas
Etapas en la producción de algas. Las cepas (250 ml o menos) siguen aisladas bajo
luz y clima controlados (baja temperatura) y sólo se emplean cuando es necesario
inocular. Ni se airean ni se añade dióxido de carbono. Los inóculos (inicial) (250
ml a 4 L en volumen) crecen rápidamente durante un período de 7 a 14 días a
temperaturas e intensidad de luz más elevada con un aporte de aire enriquecido
con dióxido de carbono. Cuando están listos, una pequeña proporción del volumen
se emplea para iniciar nuevos inóculos y la porción principal para comenzar un
cultivo a escala intermedia. Los cultivos intermedios (normalmente de entre 4 L y
20 L en volumen) pueden emplearse como alimento para las larvas o para iniciar
un cultivo a gran escala. Los cultivos a gran escala (masivos) suelen ser de un
mínimo de 50 l y ser mayores en volumen (FAO, 2006).
Figura 2: Fases de escalamiento de cultivo de microalgas
Fuente: FAO, (2006)
7
Cultivo y producción de inóculos de microalgas
Los inóculos son cultivos se desarrollan para crear inóculos que se emplearán para
iniciar cultivos de mayor volumen para la producción de alimentos. Se prepara
una línea de cultivos de inóculos a partir de las cepas de las especies requeridas.
Los inóculos, al igual que las cepas, se pueden cultivar en matraces de ebullición
de 500 ml en 250 ml de medio de cultivo. Se cultivan de 18 a 22 °C y a una
distancia de 15-20 cm de las lámparas fluorescentes de 65 ó 80 W, proporcionando
un nivel de iluminación de la superficie de cultivo de 4 750 a 5 250 lux (figura
abajo). Los cultivos de inóculos suelen airearse con una mezcla de aire ó dióxido
de carbono (CO2). Los inóculos se cultivan durante períodos variables de tiempo
antes de su uso. En el caso de las especies de diatomeas, que tienen intervalos
generacionales cortos, este período dura entre 3 y 5 días y para la mayoría de las
algas flageladas dura entre 7 y 14 días. Cuando ya está listo para usar, el inóculo
se repica utilizando técnicas estériles. Se transfiere de 20 a 50 ml (según la especie
y la densidad de cultivo) a un cultivo fresco de 250 ml - para mantener la línea de
cultivo de inóculos. El resto se emplea como inóculo para cultivos más grandes
(de hasta 25 L de volumen) que se cultivarán para usarse como alimento o como
paso intermedio del proceso de cultivo a mayor escala, donde a su vez actúan
como inóculos para cultivos mucho mayores.
Figura 3: Instalaciones de mantenimiento de inóculos
Fuente: Elaboración propia
Cultivo de microalgas
Las formas de cultivo microalgal dependen de los requerimientos y exigencias de
la calidad de los mismos según, las etapas en las que se desarrollan. Como lo
mencionan Álvarez (1996) y Gonzales (2000), encontramos distintas formas de
cultivo entre las que destacan:
8
Por su naturaleza: Los cultivos se pueden clasificar en:
Cultivo intensivo: Aquí los factores de crecimiento se mantienen bajo un sistema
controlado, de tal manera que se pueda obtener una máxima respuesta en la
producción.
Cultivo extensivo: En esta clase de cultivo sólo se controla las variables más
accesibles en su manejo, tales como las características del medio nutritivo y la
densidad del cultivo.
Por la forma de cosechar los cultivos: Se pueden clasificar en:
Cultivos continuos: La población algal, las características químicas del medio, la
temperatura y finalmente la luz son mantenidas en un valor constante por períodos
prolongados, procurando un flujo sostenido de requerimientos y de salida del
producto.
Cultivos semi-continuos: Aquí se cosecha una parte de la producción y se renueva
el volumen cosechado por medio de un medio nuevo.
Cultivos batch: Estos cultivos son intermitentes, se implementan de una sola vez
y son cosechados completamente después de que la producción algal alcance un
nivel apropiado, medido en productividad (cel.ml-1 g.L-1, g.m-2). En el momento
de la cosecha el cultivo debe estar en la fase exponencial, fase en la que la
concentración celular alcanza su nivel máximo.
Por la pureza del cultivo: Estos se puede clasificar en:
Cultivos axénicos: Son cultivos libres de bacterias y estériles, para mantener la
productividad por un período prolongado de tiempo. Estos cultivos son delicados
y de cuidado. Requieren todo el tiempo de material estéril y asepsia.
Cultivos monoespecíficos (unialgales): Aquí la población de microalgas está
parcialmente contaminada por una pequeña carga de bacterias. Estos cultivos
crecen mejor que los anteriores ya que las bacterias excretan sustancias, como
vitaminas, que favorecen el crecimiento microalgal, sin embargo, en altas
concentraciones bacterianas se puede producir una inhibición del crecimiento
celular.
Medios de cultivo
Uno de los obstáculos en la producción industrial de microalgas es la formulación
y preparación de un medio de cultivo, química y económicamente apropiado. Los
medios de cultivo utilizados para microalgas se pueden agrupar en tres categorías:
medios completamente sintéticos, medios basados en aguas naturales enriquecidas
con suplemento mineral y utilización de residuos o aguas residuales. Los medios
de cultivo sintéticos pueden ser comerciales o prepararse en el laboratorio es
conveniente que sean fáciles de hacer o reconstituir en el laboratorio y fáciles de
conservar. (Gonzales Annabel. 2000).
El medio de cultivo utilizado en etapas de cepario e intermedio en el criadero es
el Medio F/2 modificado (Guillard 1975) para Microalgas Marinas; ya que provee
los requerimientos mínimos de las especies en cultivo, tales como agua, sales
minerales (macro y micronutrientes) y factores de crecimiento (vitaminas);
9
mientras que en la etapa de cultivo masivo, se utiliza Proline F/2 Algae Food Part
A y Part B y Metasilicato de sodio en el caso del cultivo masivo de diatomeas.
Cinética de crecimiento y densidad de microalgas
Fase de Ajuste y latencia
Se da la inoculación del medio con la microalga, esta se adapta a las condiciones
establecidas. Esta fase puede durar de 1 a 3 días dependiendo del tamaño del
inoculo. (Gonzales, 2000).
Fase de desarrollo Logarítmica o exponencial
El cultivo se ha adaptado a las condiciones. La división celular se incrementa en
función del tiempo debido a que los nutrientes están siendo asimilados y el
proceso de reproducción es activo. (Gonzales, 2000)
Fase declinación a la fase exponencial
El tiempo requerido para duplicar la población aumenta, reduciéndose la tasa de
crecimiento ya que los nutrientes han sido consumidos, se produce un aumento en
la concentración de metabolitos y una reducción de la actividad fotosintética por
el incremento de la densidad de la población, reduciendo la disponibilidad de la
luz. (Maldonado, 2014; Álvarez, 1994).
Fase Estacionaria
La densidad celular se mantiene constante por periodos más o menos prolongados.
Esta fase es corta debido a que los nutrientes han sido consumidos. (Gonzales,
2000)
Fase de declinación o Muerte
Esta fase es causada por las condiciones desfavorables del ambiente, sobre el
cultivo y el limitado suplemento de nutrientes o la contaminación por otros
microorganismos oportunistas. (Rodríguez, 2006).
Biomasa
Se denomina biomasa a la
materia orgánica originada en un proceso biológico, espontáneo o provocado,
utilizable como fuente de energía, aunque puede tener otros usos industriales,
Velázquez (2006). La biomasa puede ser y son fuentes extraordinarias de energía.
Fuentes naturales, fuentes renovables y, sobre todo, fuentes autóctonas
(CONUEE, 2014).
10
Tecnología de producción de biomasa
Sistemas de cultivo
De acuerdo con Bioplant (2010), hay dos diseños básicos para la producción a
gran escala de microalgas: sistemas abiertos y cerrados.
Sistema abierto
Consiste en realizar cultivos en aguas superficiales naturales como estanques,
lagunas y lagos, circuito (raceway) de 20 a 50 cm de profundidad, permitiendo
una difusión con la atmosfera paraobtener CO2 necesario para el crecimiento.
(Maldonado, 2014).
Figura 4: Sistema tipo de cultivo tipo raceway
Fuente: Bioplant, 2010
Sistema cerrado
(fotobiorreactores)
Basado en el cultivo en reactores transparentes, con distintas geometrías como
tubulares, planas o cilíndricas. La principal ventaja es la facilidad de mantener un
monocultivo lo que proporciona un producto de pureza para su procesado en la
industria. (Maldonado, 2014; Ruiz, 2011).
Los sistemas cerrados, ofrecen numerosas ventajas tales como pérdidas mínimas
de CO2, riesgo reducido de contaminación, control y reproducibilidad de las
condiciones de cultivo, ahorro de agua y nutrientes, menores requerimientos de
superficie, flexibilidad de diseño, cortos periodos de producción y
productividades considerablemente superiores. (Garibay et al, 2009).
Un fotobiorreactor es un biorreactor que incorpora algún tipo de fuente de luz para
proporcionar una fuente de energía fotónica en el reactor (Chisti, 2007). Ya que
estos sistemas son cerrados, el cultivo de microalgas no interactúa con los gases
del medio ambiente evitando su contaminación.
En este sistema se introduce un medio de cultivo que proporciona los nutrientes
necesarios para el crecimiento de las microalgas.
11
Los fotobiorreactores se construyen a partir de materiales transparentes con el fin
de permitir el paso de la radiación lumínica necesaria para los procesos
fotosintéticos que se dan en el interior. Pueden ser diseñados para que su
iluminación sea por métodos artificiales, por luz solar o por ambas. (Piedrahita et
al., 2012).
Los fotobiorreactores permiten establecer cultivos de alta densidad celular, 3 o
más veces en comparación con los sistemas abiertos. Esto tiene ventajas como:
Facilidad para cosechar biomasa.
Mantenimiento del cultivo sin contaminación.
Mejor control de las condiciones de cultivo.
Menor inversión de capital en el fotobiorreactor.
Tipos de fotobiorreactores
Fotobiorreactores de placa plana
Los fotobiorreactores de placa plana han recibido mucha atención para el cultivo
de microorganismos fotosintéticos debido a su amplia superficie de iluminación.
Las bondades del diseño son su gran superficie de iluminación, buena capacidad
para la movilización de las algas, alta productividad de biomasa, relativamente
económica, fácil de limpiar, con poca acumulación de oxígeno. Aunque presenta
aspectos negativos tales como el escalamiento lo hacen poco económico y hay
dificultad para controlar la temperatura (Piedrahita et al., 2012).
Fotobiorreactores de columna de burbujas
Estos fotobiorreactores son compactos, de bajo costo, y fácil de operar. Por otra
parte, son muy prometedores para el cultivo a gran escala para las microalgas. Las
virtudes de este tipo de fotobiorreactor son la alta transferencia de masa, una buena
mezcla, bajo consumo de energía, alto potencial de escalamiento, fácil de
esterilizar y presenta una notable reducción de foto-inhibición. Las limitaciones
son las pequeñas áreas de iluminación de superficie, su construcción requiere de
materiales sofisticados, alto esfuerzo cortante de cultivos de microalgas,
disminución del área de iluminación superficie sobre la extensión del
fotobiorreactor (Piedrahita et al., 2012).
Fotobiorreactores tubulares
El fotobiorreactor tubular es uno de los más adecuados para cultivos en exteriores
bajo la acción de la radiación solar. Consiste de colector solar, conformado de un
arreglo de tubos rectos transparentes, generalmente de plástico o vidrio, cuya su
función es capturar la mayor cantidad de luz solar posible para el cultivo
microalgal presente en su interior (Piedrahita et al., 2012).
12
Potencial lipídico de las microalgas
Algunos géneros de microalgas, principalmente clorofíceas y diatomeas, son
capaces de acumular una gran cantidad de lípidos, hasta un 80% del peso seco,
pero en condiciones de estrés. Por tanto, acumulan lípidos cuando tienen limitada
la posibilidad de dividirse, es decir, cuando no crecen.
Tabla 1: Tabla de contenido de aceites de algunas especies de microalgas
Fuente: Bioplant, (2010)
Rendimiento de la biomasa
La composición del medio de cultivo y las condiciones de crecimiento de
microalgas tienen un efecto importante en el rendimiento de biomasa y en el
contenido de lípidos (Sims y Christenson, 2011). Se ha demostrado que la
limitación de nitrógeno y fósforo, incrementan el contenido lipídico en microalgas
(Beer et al., 2009; Scott et al., 2010).
Biodiesel
El biodiesel es un biocombustible líquido compuesto de alquil-ésteres de
alcoholes de cadena corta como etanol y metanol, con ácidos grasos de cadena
larga obtenidos a partir de biomasa renovable: aceites vegetales, grasas animales
y aceites de microalgas (Robles-Medina et al. 2009).
Metodología de obtención de biodiesel
La producción de biodiesel a partir de algas se divide en cuatro etapas
diferenciadas. La primera, es el cultivo de las microalgas, origen de la obtención
de biomasa algal, que será cosechada y en dependencia del método extractivo
utilizado, desecada, constituyendo estas dos operaciones la segunda fase del
proceso de producción. En tercer lugar, hay que considerar la extracción del
aceite, dónde son aplicables dos categorías de métodos distintas, procedimientos
mecánicos o químicos. El cierre de la producción se realiza bajo la
transesterificación de los lípidos, en términos comunes, la conversión del aceite
en biodiesel (Rubianes 2011).
ESPECIES
Chlorella sp.
Isochrysis sp.
Nannochloris sp.
Nannochloropsis
sp.
Tetraselmis
suecica
13
Figura 5: Esquema del proceso de producción de biodiesel
Fuente: (Garibay 2012)
Existen diversas metodologías para la producción de biodiesel, cuatro de ellas han
sido estudiadas exhaustivamente: uso directo de aceites o mezclas de éstos con
diesel fósil, micro emulsiones, pirólisis y transesterificación (Balat y Balat 2010;
Garibay et al. 2009). De las cuatro técnicas, la conversión química o
transesterificación de aceites es la solución más factible al problema de altas
viscosidades (Balat 2011). La reacción de transesterificación llamada también
alcoholisis, se basa en la reacción de moléculas de triglicéridos (el número de
átomos de las cadenas está comprendido entre 15 y 23, siendo el más habitual de
18) con alcoholes de bajo peso molecular (metanol, etanol, propanol, butanol) para
producir ésteres y glicerina (que puede ser utilizada en cosmética, alimentación,
farmacia, etc.) (García y García, 2006) (Fig. 2).
Pueden cultivarse en dos tipos de sistema: abiertos y cerrados. En el caso de los
sistemas abiertos, que pueden ser viveros o estanques, presentan el inconveniente
de que las microalgas más oleaginosas que tardan más en crecer, pueden
contaminarse con mayor facilidad y la pérdida de agua por evaporación constituye
un tema pendiente. Mientras que los sistemas cerrados, como el caso de foto
biorreactores, proporcionan a las microalgas un ambiente controlado para su
crecimiento; sin embargo, los costos de producción son más elevados, que podrían
reducirse si se colocan cerca de industrias que emitan gran cantidad de CO2, con
la finalidad de favorecer el secuestro de carbono y paralelamente un incremento
en el crecimiento (Gonzales et al, 2011).
El mayor desafío está vinculado a disminuir los costos de producción, siendo
determinante mejorar la tecnología para la extracción de lípidos, ya que los
procesos de centrifugación obtienen bajas concentraciones de biomasa, siendo la
floculación – sedimentación – flotación un proceso previo al centrifugado para
reducir costos, teniendo en cuenta que lo que se busca es que la célula de la
microalga secrete el lípido sin afectar su funcionabilidad, tema que seguramente
implica el mejoramiento genético de las microalgas destinadas para este fin; por
consiguiente, el biocombustible obtenido a partir de microalgas ha pasado de ser
14
catalogado de tercera generación a segunda generación, ya que la fase incipiente
de desarrollo ha ido evolucionando con las investigaciones desarrolladas hasta el
momento.
Ámbito de estudio
El estudio se realizó durante el 2015 al 2017, las posiciones de coordenadas
georreferenciadas fueron: latitud sur 17°36.092 y longitud oeste 71°20.437, la cual
se encuentra ubicada en el Centro Poblado de Ciudad Jardín, Distrito de Pacocha,
Provincia de Ilo, Departamento de Moquegua.
Tipo y diseño
El tipo de investigación es aplicada y el diseño experimental
Nivel de investigación
Explicativo
Variables en estudio
Tabla 2 Variables en estudio
Fuente: Elaboración propia
Población
Las tres especies de microalgas cultivadas en el invernadero de la Universidad
Nacional de Moquegua – Filial Ilo.
Muestra
Especies de microalgas, Chlorella vulgaris,
Nannochloropsis oculata, y Tetraselmis striata, cultivadas en fotobiorreactores
verticales.
Diseño experimental
Se aplicaron tres tratamientos, cada uno con tres repeticiones, como se muestra en
el cuadro siguiente:
Variable independiente
Variable dependiente
Tipo de cepa
Concentración celular
Cantidad de biomasa
Cantidad de lípidos
15
Tabla 3: Diseño experimental
Elaboración: Elaboración propia
T 1: Cepa 1 (Chlorella vulgaris) T 2: Cepa 2 (Nannochloropsis oculata)
T 3: Cepa 3 (Tetraselmis striata)
F1, F2, FN: fotobiorrectores de cultivo
Cultivo, producción y escalamiento de inóculos de microalgas, hasta cultivo
masivo.
El Laboratorio Costero de Ilo del Instituto del Mar del Perú IMARPE, proveyó
inóculos de las microalgas marinas Chlorella vulgaris, Nannochloropsis oculata,
y Tetraselmis striata (muestras biológicas), posibilitando el cultivo de las especies
en el invernadero de la Universidad Nacional de Moquegua filial Ilo, siguiendo el
procedimiento que se detalla a continuación:
Esterilización del material y del agua de mar
En todas las etapas del proceso el material de vidrio se esterilizó en una dilución
de jabón neutro en agua potable (1mL/L), durante 24 horas, para su posterior
enjuague con abundante agua potable y finalmente con agua destilada.
Posteriormente fue secado en la estufa a 150 ºC, durante 30 minutos y almacenado
en gavetas limpias. La entrada de los matraces de Erlenmeyer y probetas fue
cubierta con papel aluminio, mientras que las pipetas y placas fueron envueltas
con papel Kraft, para su posterior uso.
Las botellas de 7 L, garrafones de 20 L fueron lavados con detergente diluido y
abundante agua potable a presión. Los difusores, filtros cuno y mangueras de
silicona fueron remojadas en un recipiente que contenía agua potable con
hipoclorito de sodio al 0.1% (1mL/1L) por 24 horas. Posteriormente, se
enjuagaron y secaron.
Para el cultivo de microalgas, el IMARPE proporcionó agua de mar filtrada y
esterilizada, que fue transportada desde su laboratorio hasta la filial Ilo de la
Universidad Nacional de Moquegua.
El medio de cultivo utilizado en todas las etapas de cultivo de las microalgas, fue
el F/2 Modificado Guillard (1975); FAO (2006).
TRATAMIENTO
REPETICIÓN
1
REPETICIÓN
2
REPETICIÓN
3
T 1
F -1
F -2
F -3
T 2
F -4
F -5
F -6
T 3
F -7
F -8
F -9
16
Tabla 4: Reactivos químicos para el cultivo de microalgas
Fuente: Guillard (1975); FAO.(2006).
Los insumos fueron pesados en una balanza de precisión de error 1.0 mg y
sensibilidad de d=0.1mg., marca A & D COMPANY LIMITED, modelo GR –
200.
Fase cepario
Las muestras biológicas de las tres especies de microalgas fueron proporcionadas
por el IMARPE, mantenidas en medio líquido (contenidas en tubos de ensayo de
10 ml), se transfirieron 3 gotas de inóculo de la cepa antigua en tubos de 10 ml,
utilizando una micropipeta estéril previamente flameada en el mechero y en
condiciones de estricta asepsia.
Posteriormente fueron transferidas a un medio de cultivo sólido (Agar Agar)
contenidos en placas Petri, proporcionándoles nutrientes, condiciones de
iluminación constante y temperatura (19 ±1 °C), factores necesarios para su
crecimiento (Zevallos, 2010).
Fase inicial
En esta fase el cultivo procedente del nivel cepario se escaló a matraces de 250 y
500 mL de capacidad, los cuales contenían 150 y 300 mL de agua de mar filtrada,
esterilizada y enriquecida con fertilizante F/2 Modificado Guillard, 1975 (FAO.
2006), respectivamente.
En los matraces de 250 mL, se inocularon 50 mL de la especie de interés,
flameando la boca del matraz en el momento del repique. Se rotularon colocando
el nombre de la especie, fecha y se tapó con papel aluminio y papel Kraft con el
propósito de evitar su contaminación. Luego, fueron colocados en la estantería
bajo temperatura y luz constante, asimismo el cultivo en esta fase fue renovado
cada cuatro días en razón del comportamiento de la curva de crecimiento de las
especies.
QUÍMICOS
g/L
Macronutrientes
KNO3
75.00
NaH2PO4.2H20
5.65
Micronutrientes
EDTA Na2
4.360
FeCl3.6H2O
3.150
CuSO4.5H2O
0.010
ZnSO4.7H2O
0.022
CoCl2.6H2O
0.010
MnCl2.4H2O
0.180
Na2MoO4.2H2O
0.006
Vitaminas
Cyanocobalamina
0.002
Tiamina HCl
0.100
Biotina
0.001
17
En los matraces de 500 mL se inocularon 100 mL de la especie de interés
provenientes de la producción obtenida en los matraces de 250 ml, flameando la
boca del matraz en el momento del repique, teniendo cuidado de no transferir las
células sedimentadas (concho). Se rotuló (nombre de la especie y fecha) e instaló
un tapón provisto de un capilar para el suministro de aire luego fueron ubicados
en estanterías con temperatura y luz constante. Su renovación dependió de la
producción requerida y del comportamiento de la densidad de carga mostrada.
Fase de cultivo intermedio
Los cultivos de microalgas se desarrollaron en volúmenes que van desde 1 a 5 L.
Estos se dispusieron en matraces de 1000 ml (con 800 ml de agua de mar
esterilizada y enriquecida), en los cuales se adicionó 100 ml del inóculo de la
especie de interés. Se rotularon y pusieron tapones y capilar para disponerlos en
su estantería con temperatura y luz constante.
Las botellas de 5 L de capacidad, fueron “cebadas” con agua de mar esterilizada
(3 repeticiones), para evitar la acumulación de residuos contenidos en el agua
potable. En estas botellas se vertieron 4 L de agua de mar filtrada (1µ), irradiada
por UV y “envejecida”. Luego, se adicionó 1 ml de F/2 Modificado Guillard, 1975
(FAO. 2006), por cada litro de agua de mar esterilizada. Posteriormente se
inocularon con cultivos procedentes de los matraces de 1L hasta completar el
volumen de 5 L, luego se colocó las tapas y el capilar para el suministro de aire y
se puso en estantería bajo temperatura y luz constante, registrándose diariamente
la temperatura, intensidad lumínica y semanalmente el oxígeno disuelto, pH y
salinidad.
Finalmente, el procedimiento precedente, se desarrolló en garrafones de 20 L en
los cuales se adicionó 4/5 de agua de mar filtrada y esterilizada, 1/5 del inóculo
proveniente de las botellas de 5 L y 1ml/L del nutriente bajo las mismas
condiciones ambientales descritas en el cultivo precedente.
Cultivo y producción masiva de microalgas en invernadero.
Se desarrolló en el invernadero instalado en el campus de la Universidad Nacional
de Moquegua filial Ilo, con inóculos provenientes del cultivo intermedio, bajo
condiciones semi controladas, utilizando fotobiorreactores verticales con una
capacidad de 160 L cada uno; los mismos que estuvieron compuestos por una
estructura metálica con 08 bolsas de polietileno de 20L de capacidad cada uno
(ver Fig. 6).
18
Figura 6: Fotobiorreactor vertical,
Fuente: Elaboración propia
Determinación del crecimiento de microalgas.
La velocidad de crecimiento y concentración celular de cada especie se determinó
diariamente, sacando 1 ml. de muestra del cultivo de microalgas, y agregando 1
gota de Lugol, fueron observadas con la ayuda de un microscopio compuesto
Micros Austria (10x), modelo MC20i, y el recuento celular se realizó con una
cámara de Neubauer, los conteos diarios tuvieron 06 repeticiones por cada especie
de microalga.
Figura 7: Cámara Neubauer
Fuente: Catalá (2013).
Antes de proceder al conteo en el microscopio se esperó tres minutos, para que las
unidades algales se asienten debidamente, se realizó el conteo en el cuadrante
central, en el área diagonal.
La densidad celular se determinó a través de la fórmula de Andersen (2005);
Moheimani et al. (2013) y Liza, (2015):
Densidad celular = Promedio x 5 x 10000
Donde:
Densidad celular : Número de células en volumen (cel.mL-1)
Promedio : Media aritmética del recuento de cuadrantes.
19
Obtención de biomasa microalgal
Para este proceso se empleó una centrífuga separadora GEA Westfalia Separator,
Gruop GmbH, modelo OTC 3-02-137, de limpieza manual, conectada a una
bomba de succión; asegurando que la centrífuga trabaje a una velocidad promedio
de salida de 100 L/h; culminado el tiempo de centrifugado, se retiró la biomasa
húmeda con la ayuda de una espátula del cono receptor del cultivo y se colocó en
placas Petri, esparciéndola de manera homogénea, formando una capa delgada no
mayor a 1 cm de espesor, se cubrió con bolsas herméticas, etiquetadas y
codificadas, y conservarán en refrigeración por 24 horas. Posteriormente las
muestras fueron liofilizadas, por un periodo de 48 horas; la biomasa seca fue
homogenizada en morteros de porcelana, y almacenada en un desecador la
biomasa embolsada, protegida de la humedad y la luz, para su posterior análisis.
La calidad de la biomasa seca se comprueba, realizando la prueba de humedad,
mediante el método de estufa de aire a 50 ºC por 5 h hasta que el peso sea
constante. El rango de humedad aceptable está entre 5 a 7%, procedimiento que
se realizó utilizando la metodología de Aguilar et al. (2011).
Determinación del perfil lipídico de microalgas
La acumulación de lípidos totales en las microalgas por efecto de la influencia del
tipo de cepa, fue analizada en dos fases la primera para determinar lípidos totales
y la segunda para determinar el perfil lipídico o contenido de ácidos grasos.
En una primera fase para la extracción de lípidos totales a partir de biomasa seca
microalgal, se procedió a pesar 50 mg. de microalga liofilizada en un tubo de
vidrio de 15 ml (Tubo 1), adicionando 3 ml de una mezcla de solventes
cloroformo: metanol (1:2). El tubo con muestra se colocó en un baño de agua con
hielo, el cual fue sometido a ultrasonido durante 15 min. (3 ciclos). Se incubó el
tubo por 24 h en refrigeración (4 ºC) y protegió de la luz. El tubo con muestra en
frío, se sometió a ultrasonido por 15 min (3 ciclos) más; posteriormente fue
centrifugado a 5000 rpm por 20 min; la fase líquida se extrajo con una pipeta
Pasteur y transfirió a un tubo de vidrio de 15 ml (Tubo 2). Se agregará 1,5 ml de
cloroformo: metanol (1:2) a la biomasa residual y centrifugará nuevamente a 5000
rpm por 20 min. a 5 ºC y recuperará el extracto en Tubo 2. Se agregará 2 mL de
agua destilada al Tubo 2, que contiene el extracto y agitará con vortex. Será
eliminado el exceso de agua de la capa superior y centrifugado a 5000 rpm por 10
min a 5 ºC, separando la fase inferior formada de cloroformo y lípidos. Se agregó
1 ml de cloroformo y separó la fase inferior (cloroformo: lípido), introduciendo
con cuidado una pipeta Pasteur y burbujeando aire hasta el fondo del tubo. La fase
orgánica lipídica se colocó en un tubo seco de 10 ml (Tubo 3), previamente pesado
y guardado en desecador. Se lavó la fase acuosa del Tubo 2 con 1 ml de
cloroformo, mezclando con vortex y se centrifugó nuevamente a 5000 rpm durante
10 min., se recuperó la fase inferior lipídica y transfirió al Tubo 3. La fase lipídica
(Tubo 3) fue secada con nitrógeno gaseoso dentro de una campana de extracción.
Se colocó el Tubo 3 en desecador y pesó hasta obtener peso constante (Aguilar et
al. 2011).
20
En una segunda fase, la obtención del perfil lipídico o tipo de ácidos grasos se
obtuvo llevando la biomasa seca, en condiciones asépticas al laboratorio de
biotecnología de la Universidad Católica Santa María de Arequipa, quienes
aplicaron el método de cromatografía de gases.
Análisis estadístico
Los datos registrados fueron procesados en hojas de cálculo Excel para analizar
las concentraciones, parámetros de crecimiento y factores abióticos en una base
de datos para los análisis posteriores. Para comparar las concentraciones celulares,
parámetros poblacionales y porcentajes de lípidos totales y perfil lipídico según
las microalgas utilizadas se aplicó un Análisis de Varianza de una Vía (ANOVA,
p=0,05) utilizando el software estadístico SPSS versión 21.0, previa
comprobación de la normalidad de los datos y homocedasticidad de sus varianzas
y posteriormente se aplicó la prueba de comparación de medias de Tukey o
Duncan dependiendo del coeficiente de variabilidad.
Cultivo, producción y escalamiento de inóculos de microalgas, hasta cultivo
masivo
En la fase Inicial e intermedia las especies de microalgas se cultivaron en matraces
con volúmenes de 500 ml, 1L y 7L, el incremento de volumen de cultivo se
desarrolló inoculando 10% del volumen total a alcanzar, con aireación constante,
fotoperiodo 16:08, con una intensidad de luz de 3000 lux, temperatura ambiente
21 °C, temperatura de cultivo de 19.99 °C, pH de 8.7, oxígeno de 8.125 mg/L,
salinidad de 33.0 ups, en promedio. Según Catalá (2013) una temperatura inferior
a 16 °C ralentizará el crecimiento, mientras que una superior a 35 °C será letal
para las especies de microalgas, siendo la temperatura óptima entre los 18 a 24
°C, salinidad de 20 a 24 ups, intensidad de luz de 2500 a 5000 lux y un pH de 8.2
a 8.7 (Franco, 2014). Y siendo que los parámetros de calidad de agua del cultivo
se encuentran dentro de los rangos descritos por la literatura, se deduce que la
presente investigación se ha desarrollado en condiciones óptimas de cultivo.
En estas fases Nannochloropsis oculata, alcanzó una máxima concentración
celular de 9.13x107 cel/mL, en 4 días de cultivo; mientras que Chlorella vulgaris
presentó una máxima concentración celular de 5.67 x106 en 4 días de cultivo; y
Tetraselmis striata mostró un menor crecimiento alcanzando una concentración
celular de 4.55 x106 en un tiempo en tres días, luego de los cuales ingreso
abruptamente a la etapa de declinación y muerte. Resultados similares fueron
obtenidos por Liza (2015), quién señaló que Chlorella ellipsoidea presentó una
densidad celular de 5,28x106 cel/mL el día 9 del cultivo, mientras que Tetraselmis
striata alcanzó una concentración celular de 1,21x106 cel/mL. el día 14.
21
Tabla 5: Concentración celular cultivo inicial e intermedio
Fuente: Elaboración propia
Además, en el cuadro anterior se puede observar que, Nannochloropsis oculata
disminuye su concentración celular de 9.13 x107 a 6.73 x107 a medida que se
escala la cepa a un nivel superior de volumen, el mismo comportamiento registran
las otras cepas investigadas.
En la fase masiva las cepas de microalgas se cultivaron en fotobiorreactores de 20
L de capacidad, con aireación constante, fotoperiodo 16:08, con una intensidad de
luz de 3800 lux, temperatura ambiente 24 °C, temperatura de cultivo de 20.5 °C,
pH de 9.5, oxígeno de 7.8 mg/L, salinidad de 33.1 ups. En esta fase
Nannochloropsis oculata, alcanzó una máxima concentración celular de 5.80 x107
cel/mL; en 4 días de cultivo, mientras que Chlorella vulgaris presentó una máxima
concentración celular de 1.45 x106 en 4 días de cultivo y Tetraselmis striata
mostró un menor crecimiento en menor tiempo, alcanzando una concentración
celular de 1.48 x106 en un tiempo en 3 días. Alcanzando mayor concentración
celular fue Nannochloropsis oculata.
Crecimiento de las microalgas
Etapa inicial
Como se observa en la Fig. 9 en un volumen de cultivo de (0.5 ml), las microalgas
alcanzaron su máximo crecimiento entre el tercer y cuarto día, mostrando la
especie de microalga Nannocloropsis oculata concentraciones máximas medias de
9.13 x107 cel/mL; Tetraselmis striata de 4.55x106 cel/mL y Chlorella vulgaris
5.67x106 cel/mL en condiciones controladas. Observándose que la especie
Nannocloropsis oculata obtuvo mayor concentración en el cultivo.
Volúmen
C. vulgaris
T. striata
N. Oculata
0.5 L
5.67 x106
4.55 x106
9.13 x107
1 L
4.51 x106
2.25 x106
8.70 x107
7 L
2.02 x106
1.44 x106
6.73 x107
20 L
1.45 x106
1.48 x106
5.80 x107
22
Figura 8: Curva comparativa de crecimiento microalgal, (500 ml) de cultivo
Fuente: Elaboración propia
En la Fig. 8, se aprecia que las microalgas alcanzan su máximo crecimiento
promedio al tercer día de cultivo, momento en el que ingresan a la etapa
estacionaria, para posteriormente declinar al cuarto día de cultivo.
Etapa intermedia
La etapa intermedia comprendió dos volúmenes de cultivo: un litro (1 L) y siete
litros (7 L), observándose para el volumen de (1 L), que la especie de microalga
Nannocloropsis oculata presentó concentraciones máximas medias de 8.70x107
cel/mL, seguida de la especie Chlorella vulgaris que alcanzó una concentración
de 4.51x106 cel/mL y Tetraselmis striata con 2.25x106 cel/mL. Mostrándose
claramente una mayor concentración de cultivo para la especie de microalga
Nannocloropsis oculata, en esta etapa.
En la Fig. 9, posterior, se muestra la curva comparativa de crecimiento de las tres
especies de microalgas Nannocloropsis oculata, Chlorella vulgaris y Tetraselmis
striata cultivadas en un volumen de 1L.
0,00E+00
1,00E+06
2,00E+06
3,00E+06
4,00E+06
5,00E+06
6,00E+06
7,00E+06
8,00E+06
9,00E+06
1,00E+07
0,00E+00
1,00E+07
2,00E+07
3,00E+07
4,00E+07
5,00E+07
6,00E+07
7,00E+07
8,00E+07
9,00E+07
1,00E+08
1 2 3 4 5
Concentración celular(cél. x ml)
días de cultivo (t)
N. oculata
C. vulgaris
T. striata
23
Figura 9: Curva comparativa de crecimiento microalgal, (1L) de cultivo
Fuente: Elaboración propia
Respecto del cultivo intermedio de (7 L) de volumen la especie de microalga
Nannocloropsis oculata con una concentración celular de 6.73x107 cel/mL,
supero ampliamente a la especie Chlorella vulgaris que alcanzó concentraciones
máximas medias de 2.02x106 cel/mL; quedando en último lugar la especie de
microalga Tetraselmis striata con 1.44x106 cel/mL, véase la Fig. 10, en la que se
visualiza que las microalgas alcanzan su máximo crecimiento al tercer día de
cultivo en las condiciones de calidad de agua descritas anteriormente.
Figura 10: Curva comparativa de crecimiento microalgal, (7L) de cultivo
Fuente: Elaboración propia
0,00E+00
5,00E+05
1,00E+06
1,50E+06
2,00E+06
2,50E+06
3,00E+06
3,50E+06
4,00E+06
4,50E+06
5,00E+06
0,00E+00
1,00E+07
2,00E+07
3,00E+07
4,00E+07
5,00E+07
6,00E+07
7,00E+07
8,00E+07
9,00E+07
1,00E+08
1 2 3 4 5
Concedntración celular (cél. x ml)
Días de cultivo (t)
Crecimiento cultivo intermedio (1 L)
N. oculata
C. vulgaris
T. striata
0,00E+00
1,00E+07
2,00E+07
3,00E+07
4,00E+07
5,00E+07
6,00E+07
7,00E+07
1 2 3 4 5
0,00E+00
5,00E+05
1,00E+06
1,50E+06
2,00E+06
2,50E+06
Días de cultivo (t)
Concentración celular (Cél. X ml)
C. vulgaris
T. striata
N. oculata
24
En consecuencia, en la etapa de cultivo intermedia se obtuvo mayor concentración
de cultivo con la especie Nannocloropsis oculata, siendo que, para el volumen de
(1 L) la especie presentó concentraciones máximas medias de 8.70x107 cel/mL y
para un volumen de (7 L) la especie de microalga alcanzó con una concentración
celular de 6.73x107 cel/mL
Etapa masiva
En un volumen de cultivo de (20 L), las microalgas alcanzaron su máximo
crecimiento entre el tercer y cuarto día, mostrando la especie de microalga
Nannocloropsis oculata una concentración celular máxima media de 5.80x107
cel/mL; Tetraselmis striata de 1.48x106 cel/mL; y Chlorella vulgaris de 1.45x106
cel/mL; y Nannocloropsis oculata 5.80x107 cel/mL. Tal como se muestra en la
Fig. 12.
Figura 11: Crecimiento de microalgas en un volumen (20l) de cultivo
Fuente: Elaboración propia
Análisis de varianza para determinación de la concentración celular máxima al
tercer día de evaluación
Los datos correspondientes a la determinación de la productividad alcanzada al
tercer día de evaluación de la concentración celular en las diferentes etapas de
escalamiento (etapa inicial – 500ml, etapa intermedia 1L y 7L y, etapa masiva 20
L), se presentan en el anexo 02.
Al realizar el análisis de varianza correspondiente bajo el diseño irrestricto al azar
con una interacción de 2 factores (3 cepas x 4 volúmenes); se ha obtenido
diferencias estadísticas altamente significativas para la interacción de los dos
factores en estudio, lo que nos indica que hay interdependencia de estos factores
para o durante los procesos de incremento de concentración celular.
0,00E+00
2,00E+05
4,00E+05
6,00E+05
8,00E+05
1,00E+06
1,20E+06
1,40E+06
1,60E+06
0,00E+00
1,00E+07
2,00E+07
3,00E+07
4,00E+07
5,00E+07
6,00E+07
7,00E+07
1 2 3 4 5
Concentración celular (cél x ml)
Días de cultivo (t)
N. oculata
C. vulgaris
T. striata
25
Ante estos resultados se procederá a realizar el análisis de efectos simples para la
interacción, dejándose de lado el análisis individual para cada factor, puesto que,
la interacción cobra mayor interés.
El coeficiente de variabilidad obtenido fue de 5.5% valor que es bajo y por lo tanto
da confiabilidad a los resultados obtenidos.
Ft
F de V
G.L.
S.C
C.M.
Fc
0.05
0.01
Sig.
epas (C)
2
15818273.22
7909136.61
9631.59
4.96
10.04
**
Volumen (V)
3
473530.44
157843.48
192.22
4.10
7.56
**
CxV
6
610239.22
101706.54
123.86
4.10
7.56
n.s.
Error
24
19708.00
821.17
Total
35
16921750.89
C.V.
5.5
Prom.
525.6
Tabla 6: Análisis de varianza para concentración celular de microalgas
Fuente: Elaboración propia
Análisis de varianza para determinación de la concentración celular máxima al
cuarto día de evaluación
Luego de realizado el análisis de varianza se encontró diferencia estadística
altamente significativa entre el factor cepa de microalgas; en cambio para el factor
volúmenes de agua y la interacción de los factores en estudio no se encontró
diferencia estadística significativa. Dados los resultados encontrados, se procedió
a realizar la prueba de DUNCAN al 1%.
El coeficiente de variabilidad determinado fue 18.4% el cual se encuentra dentro
de los porcentajes aceptables, por consiguiente, los resultados obtenidos son
confiables.
Tabla 7: Prueba de Duncan para el factor de estudio cepas de microalgas
Fuente: Elaboración propia
NÚME
RO
TRATAMIE
NTO
PROME
DIO
SIGNIFICAN
CIA
1
N. oculata
8.41 X
107
a
2
C. vulgaris
3.44 X
106
b
3
T. striata
3.44 X
106
b
26
Los promedios obtenidos en el análisis de varianza, fueron multiplicados por
50000 porque es el área total de la cámara de Neubauer. Por lo que, los promedios
en la tabla de DUNCAN se presentan en forma exponencial. Observándose que la
máxima concentración celular fue alcanzada por la cepa Nannocloropsis oculata
con un promedio de 8.41 X 107 cel/ml al cuarto día de cultivo, presentando
diferencia estadística con respecto a las especies de microalgas Chlorella vulgaris
y Tetraselmis estriata que lograron concentraciones celulares de 3.44 X 106 y 3.44
X 106
Obtención de biomasa microalgal
Tal como se mostró en la figura anterior, la etapa masiva del cultivo de microalgas,
presentó su máxima concentración en el cuarto día cultivo, día en el que se
centrifugó 140 L. de cultivo de cada especie de microalgas. Cuyos resultados se
presenta en la tabla 10.
El análisis de varianza realizado a la biomasa de cepas de Chlorella vulgaris,
Tetraselmis striata, Nannocloropsis oculata (tabla 8), podemos observar que los
tratamientos estudiados, presentan diferencias estadísticas significativa. Estos
resultados nos muestran que al menos uno de ellos logra incrementos estadísticos
significativos en la biomasa.
El coeficiente de variabilidad determinado fue de 4.7%; considerado como
aceptable y por tanto da confiabilidad a los resultados. Por lo que, se procederá a
realizar la prueba de Duncan al 5% de probabilidad.
27
Tabla 8: Análisis de varianza para la obtención de biomasa microalgal
Fuente: Elaboración propia
Como se puede apreciar en el cuadro 9, los resultados de la prueba de DUNCAN
nos indican que entre los tratamientos a base de C. vulgaris y T. striata con
promedios de 146.1 y 139.2 g de biomasa no presentan diferencia estadística, sin
embargo, estos dos tratamientos con respectos a N. oculata difieren
estadísticamente.
Tabla 9: Prueba de Duncan para la obtención de biomasa microalgal
Fuente: Elaboración propia
Ft
S
i
g
.
F
d
e
V
G
.
L
.
S.
C
.
C
.
M
.
F
c
0
.
0
5
0
.
0
1
T
r
a
t
2
1
0
4
6.
2
5
2
3
.
1
1
2
.
7
3
8
.
3
3
1
9
.
0
2
*
E
r
r
o
r
6
2
4
6.
6
4
1
.
1
T
o
t
a
l
8
1
2
9
2.
7
C
.
V
.
4.
7
P
r
o
m
.
1
3
5
.
3
NÚME
RO
TRATAMIE
NTO
PROME
DIO
SIGNIFICAN
CIA
1
C. vulgaris
146.1
a
2
T. striata
139.2
a
3
N. oculata
120.6
b
28
Tabla 10: Cantidad de biomasa (g) producida por especie de microalga agregar
una columna con la concentración a la que se ha cosechado
R1: repetición 1, R2: repetición 2, R3: repetición.
Elaboración propia.
En el proceso se observó que la biomasa promedio obtenida para la especie
Chlorella vulgaris fue de 146.08 g; para Tetraselmis striata de 139.17 g y para
Nannochloropsis oculata de 120.59 g. de biomasa microalgal, deduciéndose que
la especie que rinde mayor cantidad de biomasa es la microalga Chlorella vulgaris
y la que rinde menor cantidad de biomasa es la especie de microalga
Nannochloropsis oculata y siendo que este último resultado es contraproducente
por cuanto en un inicio se esperaba quela microalga, Nannochloropsis. oculata,
rindiera mayor catidad de biomasa debidoa las elevadas concentraciones celulares
que presentó n las diferentes fases de cultivos (fase inicial, ntermedia y masiva)de
la investigación. Sin mbargo, no ha sido así, quedando demostrado que la
microalga hlorella vulgaris tiene mayor rendimiento en biomasa microalgal
llegando en promedio hasta 146.08 g, tal como se muestra en el (tabla 11).
Tabla 11: Promedio biomasa (g) por especie
Elaboración propia.
ESPECIE CULTIVADA
BIOMASA
(g)
BIOMASA
(g)
BIOMASA
(g)
PROMEDIO
DE BIOMASA
(g)
C. vulgaris
148.02
146.08
144.13
146.08
T. striata
144.71
132.13
140.67
139.17
N. oculata
122.52
110.92
128.33
120.59
ESPECIE
CULTIVADA
PRO
MED
IO
DE
BIO
MAS
A (g)
C. vulgaris
146.0
8
T. striata
139.1
7
N. oculata
120.5
9
29
Figura 12: Promedio biomasa (g) producida por especie de microalga
Elaboración propia.
Relación biomasa microalgal y concentración celular
Es necesario desarrollar la relación inversa que existe entre la biomasa microalgal
(g) y la concentración celular (cel/mL), para explicar la mayor productividad en
biomasa 146.08 g, que presentó la especie Chlorella vulgaris, no obstante, que en
las fases de cultivo tuvo menor concentración celular en comparación con las otras
cepas cultivadas en las mismas condiciones. En razón de ello en el (cuadro 12) se
compara la relación indicada, observándose que existe una relación inversa entre
la biomasa y la concentración celular, es decir a mayor concentración celular
menor es la productividad en biomasa. Produciendo mayor cantidad de biomasa
la especie Chlorella vulgaris, por lo que esta especie puede ser una microalga con
potencial para la producción de biodiesel.
Tabla 12: Cantidad de biomasa producida (g) en relación a la concentración
celular (cel/mL)
Fuente: Elaboración propia
C.vulgaris
T. striata
N oculata
0
20
40
60
80
100
120
140
160
146,08
139,17
120,59
Especie de microalga
Biomasa (g)
ESPECIE CULTIVADA
BIOMASA (g)
CONCENTRACIÓN
CELULAR
(cel./mL)
Chlorella vulgaris
146.08
1,025,000.00
Tetraselmis striata
139.17
791,666.67
Nannochloropsis
oculata
120.59
51,250,000.00
30
Figura 13: Promedio biomasa (g) producida por especie de microalga
Elaboración propia.
La (figura 13) muestra la relación inversa que existe entre el crecimiento celular
(concentración celular) y la producción de biomasa y muestra que, la especie
Chlorella vulgaris produjo mayor rendimiento en biomasa, 146.08 g, en
comparación a las otras especies de microalgas.
Determinación del perfil lipídico de microalgas
La biomasa liofilizada de las tres especies de microalgas, permitió obtener la
cantidad de ácidos grasos de cada especie, los resultados mostraron que la especie
Chlorella vulgaris presentó la más alta cantidad de ácidos grasos saturados
palmítico y oleico llegando a 30.48% y 35.29% respectivamente, requeridos para
mejorar las propiedades del biocombustible según Brennan & Owende (2010); la
especie Nannochloropsis oculata mostró porcentajes menores de ácidos grasos
saturados llegando el ácido palmítico llegando 33.20% y el oleico 9.11%;
mientras que Tetraselmis striata, mostró porcentajes más bajos para ácido
palmítico 0.00%, para ácido oleico 5.14% y abundancia del ácido linolénico
llegando a 24.85%, el ácido graso linolénico es el que más instauraciones
contiene, disminuyendo la estabilidad para la oxidación del biodiesel, por lo que
no es recomendable para su producción. Tejada, Henao, Alvear, & Castillo,
(2015), tal como se muestra en el cuadro siguiente:
0
20
40
60
80
100
120
140
160
1
10
100
1000
10000
100000
1000000
10000000
100000000
C. vulgaris T. striata N. oculata
Biomasa (g)
Concentración celular (Cél. / mL)
Concentración celular (Cél/ml) Biomasa (g)
31
Tabla 13: Composición de ácidos grasos micro algales
En cuadro 13, se muestra la composición de ácidos grasos de las especies
estudiadas, en el mismo, se puede observar que las especies de microalgas
Nannocloropsis oculata y Chlorella vulgaris presenta mayor cantidad de ácidos
grasos saturados (palmítico, y oleico), que son los requeridos para la producción
de biodiesel, según Brennan & Owende (2010) quienes menciona que los
porcentajes mayores de ácido palmítico, ácidos grasos saturados mejoran las
propiedades de poder calorífico, y estabilidad oxidativa del biocombustible.
Además, se puede observar que, entre las dos especies de microalgas, Chlorella
vulgaris presenta mayor contenido de ácidos grasos saturados 65.77%, en
comparación con Nannocloropsis oculata que alcanza 42.31%. Por lo que,
Chlorella vulgaris presenta mayores ventajas para la producción de biodiesel.
Figura 14: Perfil de ácidos grasos
Fuente: Elaboración propia
En la Fig. 14 se muestran los resultados del análisis de perfil lipídico por tipo de
ácido graso, y se observa que la microalga Chlorella vulgaris presentó mayor
contenido de ácido de ácidos grasos insaturados. Esta diferencia, junto con la
mayor cantidad de biomasa obtenida por la Chlorella vulgaris, favorece la
selección de esta especie para la producción de biodiésel.
0,00
5,00
10,00
15,00
20,00
25,00
30,00
35,00
40,00
Palmitic Acid ME (C 16:0)
Stearíc Acid…
Oleic Acid ME(C18:1n9c)
Linoleic Acid…
Linolenic Acid…
Porcentaje del total de lípido (%)
Tipo de ácido graso
N. oculata
C. vulgaris
T. striata
Tipo de ácido graso (%)
N. oculata
C. vulgaris
T. striata
Palmitic Acid ME (C 16:0)
33.20
30.48
0.00
Stearíc Acid (octadecanoico)
ME(C18:0)
2.02
0.80
0.00
Oleic Acid ME(C18:1n9c)
9.11
35.29
5.14
Linoleic Acid ME(C18:2n6c)
omega 6
4.45
9.63
0.00
Linolenic Acid ME(C18:3n3)
omega 3
3.44
18.18
24.85
32
Análisis estadístico
Los datos registrados fueron procesados en hojas de cálculo Excel para analizar
las concentraciones, parámetros de crecimiento y factores abióticos en una base
de datos para los análisis posteriores. Para comparar las concentraciones celulares,
parámetros poblacionales y porcentajes de lípidos totales y perfil lipídico según
las microalgas utilizadas se aplicó un Análisis de Varianza de una Vía (ANOVA,
p=0,05) y, previa comprobación de la normalidad de los datos y homocedasticidad
de sus varianzas y posteriormente se aplicó la prueba de comparación de medias
de Tukey y Duncan dependiendo del coeficiente de variabilidad.
33
Conclusión
Se ha logrado el cultivo, producción y escalamiento de inóculos de microalgas
hasta el cultivo masivo, en las condiciones de cultivo, promedio, siguientes: en la
fase inicial e intermedia con fotoperiodo de 16:08, con una intensidad de luz de
3000 lux, temperatura ambiente 21 °C, temperatura de cultivo de 19.99 °C, pH de
8.7, oxígeno de 8.125 mg/L, salinidad de 33.0 ups, en promedio; y en la fase
masiva con fotoperiodo 16:08, con una intensidad de luz de 3800 lux, temperatura
ambiente 24 °C, temperatura de cultivo de 20.5 °C, pH de 9.5, oxígeno de 7.8
mg/L, salinidad de 33.1 ups.
Se observó que la máxima concentración celular fue alcanzada por la cepa
Nannocloropsis oculata con un promedio de 8.41 X 107 cel/ml al cuarto día de
cultivo, presentando diferencias estadísticamente significativas con un nivel de
confianza del 95%, con respecto a las especies de microalgas Chlorella vulgaris y
Tetraselmis estriata que lograron concentraciones celulares, más bajas, de 3.44 X
106 y 3.44 X 106 respectivamente.
Se observó que la biomasa promedio obtenida para Chlorella vulgaris fue de
146.08 g; mayor que la biomasa alcanzada por las otras especies Tetraselmis
striata y Nannochloropsis oculata con 139.17 g 120.59 g. de biomasa microalgal
respectivamente. También se observó que existe una relación inversa entre la
biomasa y la concentración celular. Produciendo mayor cantidad de biomasa la
especie Chlorella vulgaris, por lo que esta especie puede ser una microalga con
potencial para la producción de biodiesel.
La caracterización del perfil lipídico muestra que microalga Chlorella vulgaris
presentó mayor contenido de ácido de ácidos grasos insaturados. Esta diferencia,
junto con la mayor cantidad de biomasa obtenida por la Chlorella vulgaris,
favorece la selección de esta especie para la producción de biodiésel.
34
Referencias Bibliograficas
Andersen R. 2005. Algal Culturing Techinques. Counting Cells in Culture with
the Light Microscope.239-252.
Aldave Pajares, Augusto. Algas Editorial: Libertad. 1ª ed. [s.l] 382 p. 1989.
Alvear, M. et. al. 2011. Evaluación del pH y concentración de nitrógeno en el
cultivo de las microalgas Dunaliella salina y Chlorella nativa como fuente de
aceite vegetal para la producción de biodiesel. Universidad de Cartagena.
Cartagena de Indias.
Amaro, H. M., Guedes, A. C. y Malcata, F. X. 2011. Advances and perspectives
in using microalgae to produce biodiesel. Applied Energy 88(10): 3402–3410.
Antia, N. 3. & Cheng, J. Y. 1982. The keto-carotenoids of two marine coccoid
members of the Eustigmatophyceae — Br. phycol. 3., 17: 39-50.
Arora, M, et al. 2015. Asymmetric cell division and its role in cell fate
determination in the green alga Tetraselmis indica Journal of Biosciences, vol 40,
no. 5, pp. 921-927
Balat, M. y Balat, H. 2010. Progress in biodiesel processing. Applied Energy.
87(6): 1815-1835.
Benemann J. 1992. Microalgae aquaculture feeds. Journal of Applied Phycology
4: 233-245.
9. Bioplan, 2010. Energía de las Algas, Presente y Futuro. Ministerio de
Ciencia e Innovación. Gobierno de España.
Brennan, L. y Owende P. (2010). “Biofuels from microalgae—A review of
technologies for production, processing, and extractions of biofuels and
coproducts”. Renewable and Sustainable Energy Reviews, 14(2), 557-577.
35
Casas G., Rodríguez D. y Afanador G. 2010. Propiedades matemáticas del modelo
de Gompertz y su aplicación al crecimiento de los cerdos. Revista Colombiana de
Ciencias Pecuarias, vol. 23, núm. 3, julio/septiembre, 2010, pp. 349-358.
Chisti, Y. 2008. Biodiesel from microalgae beats bioethanol. Trends Biotechnol.
26:126-131.
Chisti, Y. 2007. Biodiesel from microalgae. Biotechnology Advances. 25(3): 294-
306.
Chisti, Y. 2011. Biodiesel from microalgae beats bioethanol. Trends in
Biotechnology. 26(3): 126-131. Chi
Cobos, M., Castro, J. C., & Cerdeira, L. A. (2014). Potencial Biotecnológico Para
La Producción Sustentable De Biotechnological Potential for Sustainable
Biodiesel Production of Oleaginous Microalgae Isolated From Itaya, 13(2).
Comisión Nacional para el Ahorro de Energía. (CONUEE). (2014). España se
gasta 120 millones de euros cada día en importar combustibles fósiles.
Recuperado de https://www.gob.mx/conuee/prensa/notas-seleccionadas-del-dia-
17-de-diciembre-de-2014.
Dammert, J. 2009. Cuestión de Perspectiva. Conciliando visiones de
Conservación y Desarrollo. Biocombustibles en el Perú: Elementos en juego.
Sociedad Peruana de Derecho Ambiental (SPDA).
Demirbas, A. 2009. Political, economic and environmental impacts of biofuels. A
review. 86(2009) S 108- S 117
Fernández-Linares, L. C., Montiel-Montoya, J., Millán-Oropeza, A., & Badillo-
Corona, J. A. (2012). Producción de biocombustible a partir de microalgas.
36
Garibay Hernández Adriana et al. 2009 “Biodiesel a Partir de Microalgas Instituto
de Biotecnología”. En: Principios y Aplicaciones de Biotecnología Microalgal,
Universidad Nacional Autónoma de México.
Garibay, A., R. Vázquez, M. Sánchez, L. Serrano, A. Martínez. 2012. Biodiesel a
partir de microalgas. Instituto de Biotecnología, Universidad Nacional Autónoma
de México. Centro de Investigación Científica y de Educación Superior de
Ensenada. Biotecnología. Vol. 13 No. 3.
Garibay, A., Vásquez, R., Sánchez, P., Serrano, L., & Martínez, A. (2009).
Biodiesel a partir de microalgas. BioTecnología, 13(3), 38–61. Retrieved from
http://scholar.google.com.
Hibberd, D.J. 1981. Notes on the taxonomy and nomenclature of the algal classes
Eustigmatophyceae and Tribophyceae (synonym Xanthophyceae). Journal of the
Linnean Society of London, Botany 82: 93-119, 17 figs, 1 table.
Liza Sal y Rosas, C. R. M. (2015). Efecto de dietas con tres microalgas bentónicas
en el crecimiento y supervivencia post larval del loxechinus albus, Erizo Verde.
Universidad Nacional de Moquegua. Recuperado de
http://repositorio.unam.edu.pe/handle/UNAM/39
Mercedes A. et al. 2012. Molecular characterization of microalgae used in
aquaculture with biotechnology potential. Aquacult. Inter. 20: 847-857.
Moheimani N., Borowitzka M., Isdepsky A. y Fon A. 2013. Standard
Moronta R, Mora R. y Morales E. 2006. “Respuesta de la microalga Chlorella
sorokiniana al pH, salinidad y temperatura en condiciones axénicas y no axénicas”
Venezuela Rev. Fac. Agronomia.
Muller A. 2000. The role of microalgae in aquaculture: situation and trends.
Journal of Applied Phycology 12: 527.534.
Norris, R.E, et al. 1980. Revision of the Genus Tetraselmis (Class
Prasinophyceae). Bot. Mag. Tokyo. 93: 317-339
37
Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación. FAO.
(2006). “Cultivo de bivalvos en criadero”. Recuperado de
http://www.fao.org/docrep
Schenk, P. M., Thomas-Hall, S. R., Stephens, E., Marx, U. C., Mussnug, J. H.,
Posten, C., y otros. 2008. Second generation biofuels: high-efficiency microalgae
for biodiesel production. Bioenergy Resource. 1: 20-43.
Serrano, L. 2012. Estudio de cuatro cepas nativas de microalgas para evaluar su
potencial uso en la producción de biodiesel. Universidad Nacional de Colombia.
Sukenik Assaf, Y. C. T. B. 1989. "Regulation of fatty acid composition by
irradiance level in the Eustigmatophyte Nannochloropsis sp". Journal of
Phycology. 25 (4): 686–692.
Tejada Benítez, L., Henao Argumedo, D., Alvear Alayón, M., & Castillo
Sanldarriaga, C. R. . (2015). Caracterización y perfil lipídico de aceites de
microalgas. Facultad de Ingeniería, 24(39), 43–54. Retrieved from
https://dialnet.unirioja.es/servlet/articulo?codigo=5170930
Uribe E. 1992. Cultivo de Microalgas. 5º Curso Internacional de Cultivo de
Moluscos. AGCI-JICA-UCN. Coquimbo. Chile. 19 octubre. 13 noviembre. Pp 39-
81.
Velázquez Martí, B. (2006). Situación de los sistemas de aprovechamiento de los
residuos forestales para su utilización energética. Revista Ecosistemas, 15(1).
doi:10.7818/re.2014.15-1.00.
Zevallos, S. A. (2010). Tecnología de Cultivo de Microalgas como Alimento de
Moluscos. Recuperado de
file:///C:/Users/Usuario/Downloads/M%C3%B3dulo%20Microalgas%20%20(2)
.pdf.
Sheda Méndez Ancca
Universidad Nacional de Moquegua – Filial de Ilo
https://orcid.org/0000-0002-3797-1316
smendeza@gmail.com
Investigadora RENACYT – CONCYTEC, Docente.de la Universidad Nacional
de Moquegua. Doctora en Ciencia Tecnología y Medio Ambiente, Magister
Scientiae en Economía con mención en Proyectos de Inversión. Título
profesional de Ingeniero Pesquero y abogada. Estudios de Maestría en
Acuicultura con mención en cultivo de Recursos Hidrobiológicos en la
Universidad Arturo Prat de Chile. Gestora de Proyectos de Inversión e
Investigación, Planes de Negocios, capacitación y Transferencia
Tecnológica.
Hebert Hernan Soto Gonzales
Universidad Nacional de Moquegua – Filial de Ilo
https://orcid.org/0000-0002-9936-1943
Scopus Author ID: 57193057765
hsotog@unam.edu.pe
Biólogo, docente investigador de la Universidad Nacional de Moquegua,
Investigador RENACYT, realiza investigaciones en biotecnología ambiental
en colaboración con la Universidad de São Paulo, EMBRAPA y Universidad
Federal do Mato Grosso do Sul - Brasil, realizó estudios de doctorado en
Biotecnología en la Universidad de São Paulo, becado obtenida CAPES y
CNPq do Brasil, Tiene estudios postdoctorales 05 años en la Empresa
Brasileña de Pesquisa Agropecuaria, área de biotecnología del Trigo, fue
Investigador visitante de la Universidad Federal de Roraima – Brasil.
Marco Alexis Vera Zúñiga
Universidad Nacional del Altiplano – Puno
https://orcid.org/0000-0002-2014-2845
mavera@unap.edu.pe
Ingeniero Agrónomo egresado de la Universidad Nacional del Altiplano –
Puno, Magister Scientiae en Tecnologías de Protección Ambiental. Estudios
concluidos en doctorado en Ciencias Ambientales. Docente de la
Universidad Nacional del Altiplano – Puno. Experiencia en ejecución de
proyectos productivos, estudios ambientales y, en gestión de residuos
sólidos. Académico e Investigador.
Víctor Yana Mamani
Universidad Nacional de Moquegua
https://orcid.org/0000-0003-0982-2353
vyanam@unam.edu.pe
Ingeniero de Sistemas egresado de la Universidad Nacional del Altiplano,
Magister Scientiae en Gestión Empresarial de la Escuela de Posgrado -
Universidad Nacional del Altiplano. Estudios concluidos de Doctorado en
Ciencia, Tecnología y Medio Ambiente, y Doctorado en Ingeniería de
Sistemas. Docente de la Universidad Nacional de Moquegua, ponente en
congresos internacionales, publicación de artículos en revistas indizadas,
asesor de tesis de pregrado y posgrado. Profesional proactivo, trabajo en
equipo y bajo presión.